Прогрессивно увеличивающееся несоответствие количества эффективных доноров количеству пациентов, нуждающихся в трансплантации, ведет к необходимости использования аллографтов от доноров с расширенными критериями. Данный факт приводит к увеличению частоты дисфункций трансплантатов, уровня билиарных осложнений, снижению выживаемости трансплантатов.

Цель исследования. Оценить влияние различных методов консервации на степень ишемического повреждения трансплантатов печени.

Материалы и методы. В ходе случай-контроль исследования проводилась оценка влияния гипотермической машинной перфузии с дополнительной оксигенацией перфузирующего раствора и статической холодовой консервации на степень повреждения клеток печени. Трансплантаты печени, признанные маргинальными в ходе операции мультиорганного забора, эксплантировались по классической методике и подвергались статической холодовой консервации (СХК) на период транспортировки. Во время операции «back-table» выполнялось полное разделение паренхимы печени по линии Кантле. После рандомизации методом случайных чисел одна доля подвергалась СХК при температуре 4 °С (группа контроля, n = 10), а вторая – гипотермической оксигенированной машинной перфузии через воротную вену 2 литрами раствора Belzer UW MPS при температуре от +4 до +10 °C, перфузионном давлении 3 мм рт.ст., потоке 100% О2 – 1 л/мин, рО2 = 34,7±1,1кПа в течение 4 часов (группа исследования, n = 10). Забор образцов эффлюента и участков паренхимы для биохимической и морфологической оценки выполнялся в начале исследования, через 2 и 4 часа от начала эксперимента в обеих группах.

Результаты. Применение гипотермической оксигенированной машинной перфузии в течение 4 часов в конце этапа статической холодовой консервации приводит к достоверному снижению уровня выработки свободных радикалов и позволяет снизить уровень цитолитических ферментов АСТ, АЛТ, ЛДГ в сравнении со статической холодовой консервацией.

Заключение. Было установлено, что применение гипотермической машинной перфузии позволяет уменьшить степень повреждения трансплантатов печени в условиях ишемии.

1. Asrani SK, LarsonKim, W. R., Therneau, T. M., Benson, J. T., Kremers, W. K., Rosen, C. B., Gores, G. J., & Dickson, E. R. (2006). Deaths on the liver transplant waiting list: an analysis of competing risks. Hepatology (Baltimore, Md.), 43(2), 345–351. https://doi.or JJ, Yawn B, Therneau TM, Kim WR. Underestimation of liver-related mortality in the United States. Gastroenterology. 2013;145(2):372–375. doi: 10.1053/j.gastro.2013.04.005

2. DeLemos AS, Vagefi PA. Expanding the donor pool in liver transplantation: Extended criteria donors. Clin Liver Dis. 2013;2(4):156–159. doi: 10.1002/cld.222

3. Weeder PD, Van Rijn R, Porte RJ. Machine perfusion in liver transplantation as a tool to prevent non-anastomotic biliary strictures: Rationale, current evidence and future directions. J Hepatol. 2015;63(1):265–275. doi: 10.1016/j.jhep.2015.03.008

4. Olschewski P, Gass P, Ariyakhagorn V, и др. The influence of storage temperature during machine perfusion on preservation quality of marginal donor livers. Cryobiology. 2010;60(3):337–343. doi: 10.1016/j.cryobiol.2010.03.005

5. Schlegel A, Kron P, Dutkowski P. Hypothermic Oxygenated Liver Perfusion: Basic Mechanisms and Clinical Application. Curr Transplant Reports. 2015;2(1):52–62. doi: 10.1007/s40472-014-0046-1

6. Van Rijn R, Van Leeuwen OB, Matton APM, и др. Hypothermic Machine Preservation of the Liver: State of the Art. J Surg Res. 2018;223:263–274. doi: 10.1016/j.jss.2017.11.052

7. Lipowsky HH, Lescanic A. The Effect of Doxycycline on Shedding of the Glycocalyx Due to Reactive Oxygen Species. Microvasc Res. 2013;90. doi: 10.1016/j.mvr.2013.07.004

8. Petrowsky H, Clavien PA. Principles of Liver Preservation. Transplant Liver Third Ed. 2015:582–599. doi: 10.1016/B978-1-4557-0268-8.00044-0

9. Устройство для консервации донорской ткани в условиях гипотермии: пат. 11222 Респ. Беларусь: МПК A01N 1/02 / А. М. Федорук, Н. М. Яковец, В. А. Ленкевич, Е. В. Гулевич, Д. А. Федорук, Л. В. Кирковский, О. О. Руммо; дата публ.: 30.10.2016.

10. Menasche P, Termignon JL, Pradier F, et al. Experimental evaluation of Celsior, a new heart preservation solution. Eur J Cardiothorac Surg. 1994;8(4):207.

11. Vekemans K, et al. Artificial circulation of the liver: machine perfusion as a preservation method in liver transplantation. Anat Rec (Hoboken). 2008 Jun;291(6):735–40. doi: 10.1002/ar.20662.

12. Van Golen RF, van Gulik TM, Heger M. Mechanistic overview of reactive species-induced degradation of the endothelial glycocalyx during hepatic ischemia/reperfusion injury. Free Radic Biol Med. 2012;52(8):1382.

13. Saelens X, Festjens N, Vande Walle L, van Gurp M, van Loo G, Vandenabeele P. Toxic proteins released from mitochondria in cell death. Oncogene. 2004;23(16):2861.

14. Arnoult D, Gaume B, Karbowski M, Sharpe JC, Cecconi F, Youle RJ. Mitochondrial release ofAIF and EndoG requires caspase ac- tivation downstream of Bax/Bak-mediated permeabilization. EMBO J. 2003;22(17):4385.

15. Van Gurp M, Festjens N, van Loo G, Saelens X, Vandenabeele P. Mitochondrial intermembrane proteins in cell death. Biochem Biophys Res Commun. 2003;304(3):487.

16. Porter A.G., Jänicke R.U. Emerging roles of caspase-3 in apoptosis. Cell Death Differ. 1999 Feb;6(2):99–104.

17. Monbaliu D, Vekemans K, De Vos R, et al. Hemodynamic, bio- chemical, and morphological characteristics during preservation of normal porcine livers by hypothermic machine perfusion. Transplant Proc. 2007;39(8):2652.

18. Dirkes MC, Post IC, Heger M, van Gulik TM. A novel oxygenated machine perfusion system for preservation of the liver. Artif Organs. 2013;37(8):719.